Главная страница

Биологические методы исследования водоемов в Фи... Редакция Марья Руоппа и Пертти ХейноненSuome


Скачать 1.09 Mb.
НазваниеРедакция Марья Руоппа и Пертти ХейноненSuome
АнкорБиологические методы исследования водоемов в Фи.
Дата17.05.2018
Размер1.09 Mb.
Формат файлаpdf
Имя файлаBiologicheskie_metody_issledovania_vodoemov_v_Fi.pdf
оригинальный pdf просмотр
ТипДокументы
#40432
страница2 из 12
Каталог
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   12
Part 2. Naturvårdsverket, Svensk Miljöövervakning, Rapport 4861. 78 pp.
Heinonen, P. 1980. Quantity and composition of phytoplankton in Finnish inland waters. Publ. Water Res.
Inst. 37. 91 pp.
HELCOM, Manual for Marine Monitoring in the COMBINE programme of Helcom. 2002. Annex 6,
Phytoplankton species composition, abundance and biomass. 21 pp.
Järnefelt, H. 1952. Plankton als indikator der trophiegruppen der seen. Ann. Acad. Scient. Fenn. A. IV
(18): 1–29.
Komarek, J. and Anagnostidis, K. 1999. Cyanoprocaryota 1. Teil: Chroococcales. Susswasserflora von
Mitteleuropa 19/1. Jena. 548 pp.
Lepistö, L.1999. Phytoplankton assemblages reflecting the ecological status of lakes in Finland, Monogr.
Boreal Env. Res. 16: 43.
Lepistö, L., Rissanen, J. and Kotilainen, P. 1998. Intensive monitoring of algal blooms in Finnish inland and
costal waters. Ympäristö ja Terveys 7/98: 30–36.
Olrik, K., Blomqvist, P., Brettum, P., Cronberg, G. and Eloranta, P. 1998. Methods for quantitative
assessment of phytoplankton in freshwaters, part I. Naturvårdsverket, Svensk miljö-övervakning,
Rapport 4860. 86 pp.
Tikkanen, E. and Willén, T. 1992. Växtplanktonflora, Naturvårdsverket, Eskilstuna. 280 pp.
Utermöhl, H. 1958. Zur vervollkommnung der quantitativen Phytoplankton-Methodik. Mitt. Internat.
Verein. Limnol. 9: 1–38.
Willén, E. 2000. Phytoplankton in water quality assessment – An indicator concept. In: Heinonen, P.,
Ziglio, G. and Van der Beken (eds.) Hydrological and Limnological Aspects of Lake Monitoring: 58–80.
Стандарты
EN 13946:2003; Water quality – Guidance standard for the routine sampling and pretreatment of benthic
diatoms from rivers
EN 14407:2003; Water quality – Guidance standard for the identification, enumeration and interpretation
of benthic diatom samples from running waters
EN 15204:2006; Water quality – Guidance standard on the enumeration of phytoplankton abundance and
composition using inverted microscopy (Utermöhl technique)
CEN/ TC 230/WG 2/TG 3/N 94; Water quality – Guidance standard for surveying, sampling and laboratory
analysis of phytobenthos in fast shallow running waters
2.3
Определение хлорофилла «а» в воде
Во всех зеленых растениях содержится хлорофилл «а», который является необходимым пигментом процесса фотосинтеза. При использовании данного метода анализа все водоросли и другие частицы пробы отфильтровываются из воды. Пигмент водорослей экстрагируется из фильтра в горячий этанол, в котором активность энзимов хлорофилла уменьшается, и экстракция пигмента проходит в лучших условиях. Содержание хлорофилла «а» в экстракте измеряется с помощью спектрофотометра. Выделенный хлорофилл особенно чувствителен к воздействию света. Пробы и экстракт нельзя хранить на свету. Окончательный экстракт осветляют путем фильтрации или применяя центрифугу. Если, несмотря на это, образец остается мутным, то возникающую ошибку устраняют, выполняя измерения на двух различных длинах волн.

15
Ympäristöopas
Концентрацию хлорофилла можно использовать как косвенный показатель оценки биомассы фитопланктона. В некоторых случаях содержание хлорофилла в воде можно считать показателем объема продукции фитопланктона.
Методика подходит для измерения количества фитопланктона и придонной растительности в естественных водоемах, а также для измерения массы водорослей в некоторых тестах.
Методика не позволяет выполнять исследования других пигментов, таких как хлорофилл «b» и «c», а также и продуктов распада хлорофилла. Пигмент фототропных бактерий затрудняет определение хлорофилла «а».
Стандарты
ISO 10260: 1992; Water quality – Measurement of biochemical parameters – Spectrometric determination
of the chlorophyll-concentration
HELCOM, Phytoplankton Chlorophyll-a, Manual for Marine Monitoring in the COMBINE
Programme of HELCOM, Annex C-4. 5 pp.
2.4
Первичная продукция
Пертти Хейнонен, Институт окружающей среды Финляндии (pertti.heinonen@ymparisto.fi)
2.4.1
Общие сведения
Определение первичной продукции фитопланктона является одним из самых распространенных методов исследования водоемов. Первичная продукция – это количество связанного с фитопланктоном неорганического углерода, определяемое в сутках на единицу площади или на единицу объема.
Первичную продукцию можно, например, измерить непосредствено в водоеме, этот метод обозначается термином in situ. Так как температура воды в водоеме, условия освещения и другие природные факторы оказывают существенное влияние на первичную продукцию, то в лимнологии, кроме того, принято определять и способность к первичной продукции фитопланктона в лабораторных условиях.
На основе двух вышеуказанных определений исследуют количество нового органического вещества, образовавшегося в результате биологических процессов. Раньше первичная продукция определялась так называемым «кислородным способом», однако в настоящее время измерения выполняют с использованием радиоактивного углерода. При работе с радиоактивным раствором необходимо строго соблюдать меры предосторожности.

16
Ympäristöopas
2.4.2
Определение первичной продукции in situ
Изначально определение первичной продукции всегда выполнялось непосредственно в водоеме.
Принцип исследования следующий. Необходимое для исследования количество воды отбирают в две колбы, куда добавляют известное количество раствора радиоактивного углерода. Затем одну колбу полностью затемняют – это будет контрольный образец, а вторую оставляют открытой. Обе колбы помещаются обратно в воду на глубину отбора пробы воды и оставляют, как правило, на
24 часа. Затем, измеряя количество радиоактивного углерода, определяют количество углерода, который был связан в биологическом процессе в незатемненной колбе.
Пробы отбирают из поверхностного слоя воды (проба с глубины одного метра или из трубчатого батометра 0–2 м) в затемненную пластмассовую емкость с крышкой (для защиты от света) и тщательно перемешивают. Сам анализ первичной продукции выполняют в 100- миллилитровых колбах из прозрачного стекла с плотными пробками. Колбы наполняют водой пробы так, чтобы там осталось немного воздуха. В обе колбы добавляют раствор радиоактивного углерода (используют готовые ампулы) и тщательно перемешивают.
Одну из двух колб заворачивают в черную непрозрачную пленку или в алюминиевую фольгу, а другая остается на свету. Колбы помещают на глубину отбора проб, причем колбы с образцами укрепляют на штативе в горизонтальном положении. Ровно через 24 часа колбы поднимают и в каждую из них добавляют 0,5 мл нейтрального формалина. Определение радиоактивного углерода выполняют в лаборатории.
На практике все указанные действия выполнить достаточно просто, однако применение метода осложняется тем, что пробы должны быть отобраны дважды. Это, естественно, увеличивает расходы на проведение исследований.
2.4.3
Способность к первичной продукции
Широкое распространение получил метод обработки проб в лаборатории из соображений сокращения расходов на проведение исследований. Способность к первичной продукции замеряется в стандартных, постоянных условиях (температура и освещение), значительно отличающихся от тех, при которых происходил отбор проб. Применяя данный метод, необходимо учитывать и проблемы, возникающие в связи с транспортировкой проб.
Инструкции, приведенные ниже, описывают метод определения первичной продукции, используемый при изучении морской воды (метод P/I) в условиях лаборатории научно- исследовательского судна. Рекомендованный ICES – Международным Советом морских исследований – стандартный инкубатор применяется во всех исследованиях по определению первичной продукции, например, в программе мониторинга Балтийского моря. С помощью данного метода определяется скорость поглощения углерода, что в свою очередь позволяет измерить параметры фотосинтеза и количества света. Проба инкубируется сразу же после ее отбора.

17
Ympäristöopas
Пробы инкубируют в колбах со специальным покрытием, в которых параметры процесса фотосинтеза измеряют при разной интенсивности излучения. Измерение проводится в 12 колбах, включая затемненные. В пробы добавляют раствор 14C. Время инкубации составляет
120 минут, при этом колбы в инкубаторе вращаются со скоростью 10 оборотов в минуту.
Температура должна быть равной температуре in situ. Определение необходимо выполнить как минимум 15 раз за вегетативный период в условиях открытого моря. В прибрежной зоне частота отбора проб должна быть еще чаще (20–25 раз в год).
Очень часто определение способности к первичной продукции выполняется в лабораториях, значительно удаленных от места отбора проб. Время посева в лабораторных условиях (в теплом и освещенном месте) – 24 часа, после чего пробы обрабатываются как при определении in situ.
Условия инкубирования сведены к единому стандарту, однако длительная транспортировка пробы воды часто приводит к появлению погрешности в результатах измерений.
На основании данных исследований можно вычислить количество нового органического вещества, образовавшегося при воздействии света в условиях наличия оксида углерода и питательных веществ. Указанный параметр характеризует пригодность питательных веществ в процессе экофизиологической реакции и позволяет выявить временные тренды в изменениях первичной продукции. Первичная продукция является важным связующим звеном между процессами эвтрофикации, седиментации и формированием кислородного режима в глубинных слоях. Данный метод позволяет оценить суточный объем первичной продукции и тенденцию ее развития в течение года.
Литература
Vollenweider, R. A. (ed.) 1974. A Manual on Methods for Measuring Primary Productivity in Aquatic
Environments. IBP Handbook 12. Blackwell, Oxford. 225 pp. (2nd Edition)
Стандарты
HELCOM, Phytoplankton Primary Production, Manual for Marine Monitoring in the COMBINE
Programme of HELCOM, Annex C-5.
2.5
..
Зоопланктон.
Йоуко Сарвала, Университет Турку (jousar@utu.fi)
2.5.1
Общие сведения
Зоопланктон является важным звеном в пищевых цепях водоема благодаря которому продукция фитопланктона и бактериопланктона становится пищей для рыб. Количество зоопланктона растет с увеличением содержания питательных веществ, но уменьшается с увеличением числа хищников (рыб и беспозвоночных). Масса, видовой состав и распределение зоопланктона по размерам отражают уровень трофности водоема, а также и численность видов рыб, питающихся

18
Ympäristöopas
планктоном. Видовой состав планктона может изменяться под влиянием стрессовых факторов, таких как, например, изменение показателя кислотности воды.
Сообщество зоопланктона составляют виды одноклеточных организмов, коловратки, ракообразные (Cladocera, Copepoda). В пробах зоопланктона можно обнаружить некоторые виды крупных беспозвоночных, не относящихся к планктону из-за их размера и способности к плаванию (например, рачок мизида Mysis и личинки перистого комара Chao-borus).
2.5.2
Отбор проб
Содержание зоопланктона в воде крайне неоднородно, места его скоплений быстро меняются в зависимости от времени суток и направления течения. Многие виды зоопланктона регулярно перемещаются в воде по вертикали, как правило, в определенное время суток. При изучении обширных водных пространств незначительная неоднородность в распределении зоопланктона может быть сглажена путем отбора большого количества проб. Затем в лаборатории пробы объединяют в единую суммарную или интегральную пробу. Однако с точки зрения изучения экологии зоопланктона объединение единичных проб можно считать правомерным лишь до определенной степени.
Из одной точки проба берется по всему столбу воды, например, с помощью 1-метрового батометра типа «Лимнос», последовательно, начиная с поверхности. Отбирая пробу с придонного горизонта, необходимо внимательно следить за тем, чтобы в батометр не попали донные отложения. Если это все-таки произошло, то пробу необходимо аннулировать. Пробы из стратифицированных водоемов объединяются в соответствии с расслоением по температуре, отдельно образуя пробы поверхностных и придонных слоев воды. Там, где вода перемешивается до самого дна, пробы, взятые на разной глубине, можно смешать в одну суммарную пробу.
Количество станций для отбора проб воды зависит от размера водоема. В небольших водоемах вполне достаточно сделать три отбора. Для получения достоверной картины в крупных водоемах необходимо выполнить отбор на десяти станциях. Если график исследований позволяет, то на станции целесообразно выполнить отбор параллельных интегральных проб воды. Из практических соображений отбор проб зоопланктона, как правило, производится днем. Виды, плавающие по вертикали, находятся в это время суток на глубине и это необходимо учитывать при обработке результатов.
Большое значение имеют изменения параметров зоопланктона в зависимости от времени года. В течение года различные виды занимают доминирующее положение в различные сроки.
Пик численности отдельных видов может быть очень высоким, но его продолжительность составляет всего 1–2 недели. Именно поэтому сведения, полученные в результате только одного отбора проб, не являются полностью достоверными. Частота отбора проб зависит и от цели исследования. При выяснении динамики роста популяции некоторых видов ракообразных в период теплой воды промежуток между отборами проб не должен превышать одной недели, в то время как при изучении коловраток промежуток должен составлять 1–2 дня. Биомасса всего зоопланктона может быть измерена на удовлетворительном уровне с использованием проб, отобранных с промежутком в две недели в течение периода открытой воды. При изучении

19
Ympäristöopas
предпосылок к биоманипуляциям достаточно серии из 5–6 отборов с промежутком в 2–3 недели, начиная с середины июля до середины сентября.
Простейшие (Protozoa)
Зоопланктон простейших – это паразитирующие, микроскопически мелкие одноклеточные планктонные организмы. У них чаще всего отсутствуют хлоропласты (у некоторых видов, особенно у ресничных, все-таки есть соединительные хлоропласты, обнаруживаемые в симбиотической связи, либо в процессе питания организмов). Простейшие являются одноклеточными, иногда они могут образовывать колонии. Количество одноклеточных планктонных животных можно определить только в нефильтрованной пробе под микроскопом, таким же образом, как и фитопланктон. Небольшого объема воды (0,2–1 л) обычно бывает достаточно, поэтому можно использовать небольшие батометры (например, типа «Лимнос»). Некоторых простейших можно определить прямо из пробы фитопланктона, зафиксированной раствором Люголя, однако полную картину видового разнообразия можно получить только при изучении живого материала или, используя материал, зафиксированный специальным методом.
Коловратки (Rotifera)
Коловратки – мелкие многоклеточные планктонные организмы, хотя среди них попадаются и достаточно крупные экземпляры. Число коловраток в воде бывает настолько большим, что для оценки их количества достаточно 0,2–2 литров пробы воды. Часть коловраток проходит сквозь сеть с ячейкой 50 µm, традиционно применяемую для отбора ракообразных во внутренних водах. Для получения более точных сведений пробы воды для выявления коловраток следовало бы пропускать сквозь планктонную сеть с размером ячеи 25 µm или выполнить процедуру осаждения / выпадения в осадок всех организмов из зафиксированной пробы. Отметим, что метод осаждения до сих пор применяется редко. Самым простым методом является отбор части воды для определения коловраток из пробы, предназначенной для анализа ракообразных перед тем, как последняя будет отфильтрована. Для фиксации подходят те же вещества. Для выявления некоторых видов следует исследовать и живой материал.
В некоторых водоемах видовой состав коловраток можно изучать после инкубации в лаборатории яиц коловраток, полученных из донных отложений водоема.
Ракообразные (Crustacea: Cladocera, Copepoda:
Calanoida и Cyclopoida)
Наиболее значительную и изученную группу зоопланктона представляют собой ракообразные
(водяные блохи, циклопы, ветвистоусые и ветвистоногие). При изучении ракообразных необходимо отбирать большие объемы воды для того, чтобы в рамках исследований крупные, но немногочисленные виды были бы определены и изучены. В бедных питательными веществами водоемах можно порекомендовать для отбора около 100 литров воды, а в богатых – ограничиться десятью литрами.
Крупные ракообразные в определенной степени способны уклоняться от пробоотборника, который обычно вызывает колебания воды. Наиболее репрезентативные пробы можно получить, используя прозрачный трубчатый батометр большого объема (более 20 литров).

20
Ympäristöopas
Батометр опускают в воду раскрытым и быстро закрывают на глубине отбора пробы.
Применение большого батометра требует использования лебедки, поэтому при отборе проб с небольшой лодки применяют схожие по конструкции, но менее крупные, примерно 7-литровые батометры. В эвтрофированных водоемах, где мутная вода снижает активность планктона, можно использовать батометр типа «Лимнос» размером 50 см (объем 3,5 литра). В этом случае необходимо последовательно поднять две пробы с каждого метра глубины.
Поднятые с помощью батометра пробы фильтруются прямо в лодке через планктонную сеть с размером ячеи 50 µm. При использовании сети 25 µm можно параллельно получить и репрезентативную пробу коловраток. Отметим, что в эвтрофированных водоемах это не представляется возможным, так как сеть с таким маленьким размером ячеи слишком быстро забивается. Рекомендуемые к использованию планктонные сети на открытых пространствах
Балтийского моря могут быть использованы и в глубоководных озерах. Однако эффективность отбора проб планктонной сетью значительно ниже, чем батометром.
Все пробы с одной станции фиксируются на берегу и разливаются по отдельным бутылкам.
Пробы, поднятые из каждого слоя воды, фильтруют через планктонную сеть. Это можно сделать с помощью пластикового ведра, куда сливают все пробы, поднятые из одного слоя воды. Затем отбирают пробу небольшого объема для определения простейших и коловраток.
Оставшийся объем воды, величина которого точно известна, выливают в сеть. Ведро тщательно ополаскивают. Использование ведра облегчает работу и предотвращает повреждение материала сети при работе в трудных полевых условиях. Когда все пробы из одного слоя воды отобраны, осевший в нижней части сети планктон выливают в пластиковую емкость 250 мл. После этого краник сети плотно закрывают. Сеть опускают целиком в воду и немедленно поднимают, а планктон, оказавшийся в нижней части сети, вновь отбирают в бутылку. Полоскание сети повторяют еще два раза.
После этого в бутылку наливается консервирующее вещество. Раньше в качестве фиксатора применялся концентрированный формальдегид (38%), он составлял 1/9 часть или 4% от объема пробы. Холодный раствор формальдегида с сахаром хорошо консервирует яйца и зародыши водяных блох в их оболочке. Для краткосрочного консервирования подходит раствор Люголя.
В настоящее время для фиксации планктона ракообразных рекомендуется использовать 94- процентный этанол, содержание которого в пробе доводится до 70%. И в этом случае применение охлажденного до 5 °C консервирующего вещества хорошо сохраняет яйца и эмбрионы водяных блох. На колбах с образцами необходимо аккуратно записать место, дату, время суток, тип пробоотборника, его объем, глубину отбора пробы и количество подъемов, общий объем пробы воды.
2.5.3
Обработка проб в лаборатории
В лаборатории до работы с микроскопом суммарные по каждой вертикали пробы объединяют в интегральные пробы по региону. Для сокращения числа колб с образцами это можно выполнить сразу же после отбора проб (посуду тщательно ополаскивают для предупреждения загрязнения
/ контаминации). Объединяемые пробы сливают одна за другой в мелкую лабораторную сеть

21
Ympäristöopas
(25 µm), содержание которой смывается для дальнейшего хранения с помощью бутылки, оборудованной разбрызгивателем, в пластиковую бутылку объемом 100 или 250 мл (в качестве вещества-ополаскивателя можно применять 70-процентный этанол).
Определение, подсчет и измерение организмов производятся с помощью оптического / светового микроскопа. Перед анализом проба выливается в лабораторную сеть, консервант вымывается водой, и вместе с водой организмы помещаются в делительную кювету или сразу в кювету с водой микроскопа. Жидкости дают отстояться, чтобы организмы осели на дно кюветы.
Зафиксированные с помощью этанола организмы оседают в воде достаточно быстро. Для того чтобы осаждение прошло успешно, в воду можно добавить одну каплю моющего средства.
Очень удобно использовать две кюветы, тогда пока в одной идет осаждение, содержание второй можно исследовать. При обработке необходимо осматривать все дно кюветы полностью, так как распределение организмов в ней неоднородно. Для того чтобы в кювете было достаточное количество организмов, пробу необходимо переливать в кювету по частям. После подсчета проба вновь переливается в колбу для хранения с 70-процентным этанолом.
В пробах зоопланктона количество организмов обычно так велико, что обработать ее полностью не представляется возможным. Поэтому пробы необходимо разделить на части
(методы деления хорошо описаны в литературе). Правильное деление имеет большое значение и с точки зрения трудоемкости, и с точки зрения точности исследования. Так же, как и при отборе проб в водоеме, успех правильного деления пробы зависит от размера и количества частей и организмов. При исследованиях под микроскопом точность измерений значительно снижается, если количество подсчитанных организмов меньше двадцати. С другой стороны, точность не улучшается, если число подсчитанных организмов в пробе превышает 200. Для всех видов никогда не удается добиться нужного числа отдельных организмов для обеспечения совершенной точности оценки их численности. Для достижения оптимального соотношения точности и трудозатрат по доминирующим видам исследуют 100–200 экземпляров (определяемых единиц)
(при работе с личинками ветвистоусых ракообразных необходимо исследовать 50 особей каждого вида или группы; при обработке остальных личинок этой части пробы каждый вид подсчитывается с точностью до определяемых экземпляров). Если в пробе мало организмов, то их подсчитывают полностью. Умение отбирать нужное количество воды для исследований приходит с практикой. Для начала рекомендуется отбирать небольшие порции пробы и изучать в них все организмы.
После того как самые многочисленные виды будут подсчитаны, из следующих частей пробы подсчитывают малочисленные виды и, при необходимости, крупные экземпляры; наиболее редкие виды учитываются из всей пробы. Такой ступенчатый метод обработки под микроскопом позволяет получить достоверную картину видового состава зоопланктона.
Количество выявленных видов чаще всего почти линейно зависит от логарифма количества исследованных экземпляров. Полное определение видового состава предполагает изучение пробы большего объема, чем в случае просто оценки обилия / численности вида. Виды разного размера можно отделить друг от друга с помощью различных лабораторных сит, однако на практике это сделать довольно трудно.
В недавнем прошлом биомасса зоопланктона представлялась как свежая масса, рассчитанная исходя из его объема. Соотношение занесенных в специальные таблицы единиц объема и

22
Ympäristöopas
реальной биомассы, так же, как и содержание воды в свежей массе, существенно изменяется в зависимости от вида организмов. Наиболее точное значение биомассы можно получить, используя сведения о сухой массе органического вещества или по массе углерода.
Рекомендуется сообщать биомассу зоопланктона в виде органического углерода, который можно относительно легко и точно определить и в микроскопически мелких объектах. Используя единицы углерода, зоопланктон связывается с деятельностью всей водной экосистемы, например, с энергетическими потоками или с обменом веществ. Данные о биомассе получают, определив видовой состав, этапы развития видов и далее путем перевода полученного числа особей в биомассу с помощью специальных таблиц сухой массы или углерода. Таблицы составлены для отдельных видов зоопланктона и отдельных этапов развития видов. Чем ближе удастся приблизиться к указанному числу особей, тем точнее будут полученные значения биомассы.
Наиболее достоверные цифры по биомассе можно получить, измеряя размеры каждого вида по определенным методикам и применяя для изучения биомассы соответствующие видам формулы связи углерода и размеров или сухой массы и размеров организмов.
Опыт показывает, что различие указанных формул связей между количеством углерода и размерами отдельных видов для различных водоемов оказывается довольно незначительным.
Для определения содержания углерода в конкретном озере можно законсервировать пробы, заморозив их в некрепком растворе формальдегида. Погрешность, вызванная расчетом на основе связи между массой и линейными размерами, бывает значительно меньше, чем при определении с использованием только численных показателей.
Полученные разными способами значения биомассы можно сравнивать между собой, используя переводные коэффициенты. В соответствии с наиболее часто используемыми коэффициентами содержание органического углерода в свежей массе равно 6%, в сухой массе
45% и в органической сухой массе 50%. Содержание углерода в свежей массе коловратки Asplan- chna значительно ниже и изменяется по сравнению с другими видами значительно больше.
Обработка видов по размеру является очень трудоемкой, однако, показатель, связанный с распределением численности водных блох / ветвистоусых по группам в зависимости от размеров является надежным / чувствительным показателем при определении численности рыб, питающихся планктоном. Показатель можно использовать и при оценке последствий возможных биоманипуляций во время работ, связанных с восстановлением водоема.
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   12

перейти в каталог файлов
связь с админом