Главная страница

Биологические методы исследования водоемов в Фи... Редакция Марья Руоппа и Пертти ХейноненSuome


Скачать 1.09 Mb.
НазваниеРедакция Марья Руоппа и Пертти ХейноненSuome
АнкорБиологические методы исследования водоемов в Фи.
Дата17.05.2018
Размер1.09 Mb.
Формат файлаpdf
Имя файлаBiologicheskie_metody_issledovania_vodoemov_v_Fi.pdf
оригинальный pdf просмотр
ТипДокументы
#40432
страница5 из 12
Каталог
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   12
Литература
CEMAGREF 1982. Etude des méthodes biologiques quantitatives d’appréciation de la qualité des eaux.
Rapport Division Qualité des Eaux Lyon. Agence financière de Bassin Rhone – Méditerranée. Corse,
Pierre-Bénite. 218 pp.
CEMAGREF 1984. Opération Seine riviere propre. Evaluation de la qualité hydrobiologique:
poissons-diatomées. Rapport A.F.B. Sine-Normandie, Conseil Régional Ile de France. 35 pp.
Coste, M. and Ayphassorho, H. 1991. Etude de la qualité des eaux du Bassin Artois-Picardie à l`aide des
communautés de diatomées benthiques (Application des indices diatomiques). Rapport Cemagref,
Bordeaux – Agence de l`Eau Artois-Picardie, Douai. 227 pp.
Coste, M., Bosca, C. and Dauta, A. 1991. Use of algae for monitoring rivers in France. In: Whitton B. A.,
Rott, E. and Friedrich, G. (eds.) Use of algae for monitoring rivers. Institut für Botanik, Universität
Innsbruck, Innsbruck. 75–88.
Dell’Uomo, A. 1991. Use of benthic macroalgae for monitoring rivers in Italy. In: Whitton, B. A., Rott, E.
and Friedrich, G. (eds.) Use of algae for monitoring rivers. Institut für Botanik, Universität Innsbruck,
Innsbruck. 129–137.
Denys, L. 1991. A check-list of the diatoms in the holocene deposits of the Western Belgian coastal plain with
a survey of their apparent ecological requirements. II. Centrales. Ministère des Affaires Economiques.
Service Géologique de Belgique. 41 pp.
Descy, J. P. 1979. A new approach to water quality estimation using diatoms. Nova Hedwigia/ Beiheft
64: 30–323.
Descy, J. P. and Coste, M. 1989. Application D’un nouvel indice diatomique (indice CEE 88) au Réseau
National de Bassin Rhone-Méditerrannée-Corse. Rapport A.F.B Rhone-Méditerrannée-Corse. 86 pp.
Descy, J. P. and Coste, M. 1991. A test of methods for assessing water quality based on diatoms.Verh. Internat.
Verein. Limnol. 24: 2112–2116.
Eloranta, P. 1982. Periphyton growth and diatom community structure in a cooling water pond. Hydrobiologia
96: 253–265.
Eloranta, P. 1991. Use of algae for monitoring rivers in Finland. In: Whitton, B. A., Rott, E. and Friedrich, G.
(eds.) Use of algae for monitoring rivers. Institut für Botanik, Universität Innsbruck, Innsbruck. 71–74.
Eloranta, P. 1995. Type and quality of river waters in central Finland described using diatom indices. In:
Marino, D. and Montresor, M. (eds.) 13th Internat. Diatom Symposium 1994, Acquafredda di Maratea,
Italy. 271–280.
Eloranta, P. and Andersson, K. 1996. Diatom indices in water quality monitoring of some South-Finnish
rivers. Proceed. Internat. Assoc. Limnol. 26.
Eloranta, P. and Kunnas, S. 1979. The growth and species communities of the attached algae in a river
system in central Finland. Arch. Hydrobiol. 86 (1): 27–44.

36
Ympäristöopas
Eloranta, P. and Kunnas, S. 1982. Periphyton accumulations and diatom communities on artificial substrates
in recipients of pulp mill effluents. Biol. Res. Rep. Univ. Jyväskylä 9: 19–33.
Håkansson, S. 1993. Numerical methods for the inference of pH variations in mesotrophic and eutrophic
lakes in Southern Sweden. – A progress report. Diatom Res. 8 (2): 349–370.
Hofmann, G. 1994. Aufwuchs Diatoms in Seen und ihre Eignung als Indikatoren der Trophie. Bibliotheca
Diatomol. 30. 241 pp.
Lange-Bertalot, H. 1979a. Pollution tolerance of diatoms as a criterion for water quality, estimation. Nova
Hedwigia/Beiheft 64: 285–304.
Lange-Bertalot, H. 1979b. Toleranzgrenzen und Populationsdynamic benthischer Diatomeen bei unter-
schiedlich starker Abwasserbelastung. Arch. Hydrobiol./Suppl. 56 (Algol. Studies 23): 184–219.
Leclercq, L. and Maquet, B. 1987. Deux nouveux indices diatomique et de qualite chimique des eaux courantes.
Comparaison avec differents indices existants. Cah. Biol. Mar. 28: 303–310.
Leclercq, L. and Maquet, B. 1987. Deux nouveaux indices chimique at diatomique de qualité d`eau
courante. Application au Samson et à ses affluents (bassin de la Meuse belge). Comparaison avec d`autres
indices chimiques, biocénotiques et diatomiques. Institut Royal des Sciences Naturelles de Belgique, document
de travail 28. 113 pp.
Lecointe, C., Coste, M. and Prygiel, J. 1993. ”Omnidia”: software for taxonomy, calculation of diatom indices
and inventories management. Hydrobiologia 269/270: 509–513.
Prygiel, J. and Coste, M. 1993. Utilisation des indices diatomiques pour la mesure de la qualité des eaux du
bassin Artois-Picardie: bilan et perspectives. Ann. Limnol. 29 (3–4): 255–267.
Round, F. E. 1993. A review and methods for the use of epilithic diatoms for detecting and monitoring changes
in river water quality 1993. HMSO.
Sladecek, V. 1986. Diatoms as indicators of organic pollution. Acta hydrochim. hydrobiol. Dresden
14: 555–566.
Steinberg, C. and Schiefele, S. 1988. Biological indication of trophy and pollution of running waters.
Z. Wasser- Abwasser-Forschung 21: 227–234.
Van Dam, H., Mertens, A. and Sinkeldam, J. 1994. A coded checklist and ecological indicator values of
freshwater diatoms from the Netherlands. Netherlands J. Aquatic Ecol. 28 (1): 117–133.
Watanabe, T., Asai, K. and Houki, A. 1986. Numerical water quality monitoring of organic pollution diatom
assemblages. Proceedings of the 9th International Diatom Symposium: 123–141.
Watanabe, T., Asai, K. and Houki, A. 1990. Numerical simulation of organic pollution in flowing waters.
In: Cheremisinoff, P. (ed.) Encyclopedia of Environmental Control Technology, 4. Hazardous Waste
Containment and Treatment, Gulf Publishing Company, Houston. 251–284.
Zelinka, M. and Marvan, P. 1961. Zur Präzisierung der biologischen Klassifikation der Reinheit fliessender
Gewässer. Archiv für Hydrobiologie 57: 389–407.
Стандарты
EN 13946:2003; Water quality–Guidance Standard for the routine sampling and pretreatment of benthic
diatoms from rivers.
EN 14407:2003; Water quality–Guidance standard for the identification, enumeration and interpretation of
benthic diatom samples from running waters.
2.6.4
Определение перифитона на искусственных субстратах
Сирпа Херве, Центр окружающей среды Центральной Финляндии (sirpa.herve@ymparisto.fi),
Пертти Хейнонен, Институт окружающей среды Финляндии (pertti.heinonen@ymparisto.fi)

37
Ympäristöopas
2.6.4.1
Общие сведения
Для изучения растительности на поверхностях наряду с естественными субстратами можно использовать и искусственные. Такими являются, например, стеклянные палочки, стеклянные пластинки, различные пластмассовые материалы и керамические пластины. Положительной стороной данного метода является то, что перифитон можно исследовать в любой части водоема вне зависимости от того, какое дно находится на участке наблюдения. Преимуществом метода является также возможность приведения к единому стандарту факторов, влияющих на появление растительности, что дает хорошие предпосылки для проведения сравнения роста перифитона.
Недостатком можно считать возможную селективность поверхности в качестве субстрата для выращивания водорослей. Данный метод применяется с 1980-х годов во многих исследованиях рек и озер, в том числе и в рамках биологического мониторинга водоемов.
2.6.4.2
Оборудование
Выращивание перифитона происходит с использованием специальных штативов. Для исследований рек и озер разработан особый тип штатива. В речной модели (рис. 1) пять пластин подвешены параллельно и по течению. В озерной модели (рис. 2) восемь пластин подвешены радиально.
Штативы можно установить с помощью поплавков и грузил на желаемую глубину. Во время исследований штативы необходимо тщательно очищать после каждого периода выращивания.
Это следует делать и в случае исследований на одном и том же месте. В качестве поверхности для выращивания перифитона используется прозрачная твердая пластина из поликарбоната.
Рекомендуемый размер пластины 150 x 100 x 2 мм. Этот размер подходит также для исследований в олиготрофных водоемах.
Подготовленные для установки пластины необходимо тщательно вымыть и прополаскать в лабораторных условиях. Оставшиеся после нарезки пластин шероховатости нужно зачистить, так как они неравномерно собирают перифитон и являются источником погрешности.
Пластины являются одноразовыми. Их нельзя использовать еще раз, так как даже очень аккуратное удаление перифитона и взвешеных веществ неизбежно приводит к царапинам на поверхности пластика, к изменению условий роста и прикрепления растительности.
Для установки штатива требуются поплавки, якоря и прочная нейлоновая веревка, специальные пакеты для заморозки, используемые для транспортировки и хранения пластин-инкубаторов, водостойкий маркер для пометки образцов, сумка- холодильник и аккумуляторы холода, необходимые для перевозки проб. Также требуется гидрологическая вертушка для измерения скорости течения и обычное оборудование для отбора проб воды.

38
Ympäristöopas
Рис. 1. Штатив для выращивания перифитона в речных условиях.
Рис. 2. Штатив для выращивания перифитона в озерных условиях.

39
Ympäristöopas
2.6.4.3
Инкубация
В проточной воде важными факторами, оказывающими влияние на рост перифитона, являются скорость течения, освещенность места (высота берега, прибрежная растительность, географическое положение и т. д.), глубина и качество дна. Для получения сравниваемых результатов все вышеперечисленные условия необходимо учитывать при выборе места наблюдения. Глубина выращивания перифитона в речной воде зависит от глубины реки и составляет 0,5–1,0 м.
Рекомендуемая скорость течения 0,2–0,3 м/с. Скорость течения измеряется в нескольких местах на глубине установки пластин.
Участок для инкубации в озерах необходимо выбирать с учетом факторов, влияющих на рост перифитона. В литоральном поясе место инкубирования необходимо помещать за пределы зон хелофита / хелофитов и нимфеид и так, чтобы длинные побеги подводных растений (например,
Potamogeton) не проникли на конструкции штативов.
Наиболее приемлемая глубина в озерах 1 метр. Штативы можно монтировать на один трос одновременно на разных глубинах, тогда мы получим картину различий в росте перифитона по вертикали. При выборе глубины необходимо учитывать, с одной стороны, температурную стратификацию в водоеме, а с другой стороны, прозрачность воды в месте расположения штатива.
На рост перифитона отводится ровно три недели (21 сутки). В реках и водоемах с быстрым течением штативы необходимо проверять раз в неделю. Одновременно можно замерять и скорость течения.
По окончании времени инкубации штативы поднимают из воды и осторожно освобождают, так, чтобы возможно обильный слой перифитона остался целым и невредимым, и сразу помещаются в пакеты для заморозки (1 пластина в 1 пакет). Воду в пакеты не добавляют. Пакеты транспортируются защищенными от света, желательно в сумке-холодильнике, где резервуары- аккумуляторы холода поддерживают низкую температуру в течение долгого времени. Во избежание проливания пакеты необходимо транспортировать в вертикальном положении.
Штативы нужно вымыть сразу же в полевых условиях, так как некоторые растения при высыхании очень плотно прикрепляются к поверхности. Пробы воды рекомендуется отобрать до и после инкубирования. Рекомендуемый список определяемых параметров, необходимых при анализе перифитона: температура, мутность, pH, цветность, концентрация общего азота , NH4-N, общего фосфора и хлорофилла «а». Важно измерить глубину прозрачности, общую глубину в месте инкубации, а также сделать заметки о наличии слизи на берегах, о другой растительности и, возможно, отметки об изменениях макрофитов / высшей водной растительности, произошедшие за время инкубации.
2.6.4.4
Анализ проб
Анализ перифитона следует начинать непосредственно по завершении инкубирования. При необходимости образцы можно законсервировать замораживанием, не более чем на месяц.
Обработка в целях возможного дальнейшего сопоставления должна вестись единообразно.
В лаборатории перифитон отделяют с поверхности пластины с помощью пластикового скребка (из того же материала, что и пластина) и одновременно поливая дистиллированной водой. Отделенный перифитон разбавляют до нужного объема (обычно 300–1000 мл).

40
Ympäristöopas
Анализируется весь прикрепившийся к пластине материал (за исключением улиток, пиявок, личинок и т. п). Перед началом анализа пробу перифитона, тщательно взбалтывая, стремятся сделать максимально однородной. Проба на перифитон анализируется с помощью обычных стандартных гидрохимических методов определения хлорофилла «а» (мг/м2) и взвешенного вещества (г/м2). Если есть основания предполагать, что мутность воды влияет на результат, то выполняют определение остатка и потерь при прокаливании. Кроме того, отбирают пробу для определения видового состава, которая консервируется как проба фитопланктона. Консервант необходимо добавить в бутылки как можно быстрее. Результаты записывают с точностью двух значящих цифр. При содержании хлорофилла «а» менее 1 мг/м2 результат указывают с точностью десятых долей миллиграмма. В результатах необходимо сделать отметку о том, что проба была заморожена.
Проводя исследования перифитона, необходимо фиксировать все особые обстоятельства опыта (например, записи о смещении штативов, загрязненность пластин или отрыв перифитона и т. д.). Прикладываются результаты всех попутно проведенных анализов и измерений, по которым рассчитывается средее значение. Если в отдельных результатах наблюдается большая дисперсия, то рекомендуется использовать средние значения / медиана.
Литература
Heinonen, P. and Herve, S. 1984. A rapid biological method for the monitoring of eutrophication. Arch.
Hydrobiol. 101, 1/2: 135–142.
Heinonen, P., Paasivirta, J. and Herve, S. 1986. Periphyton and mussels in monitoring chlorhydrocarbons
and chlorophenols in watercourses. Toxicological and Environmental Chemistry 11: 191–201.
Herve, S. and Heinonen, P. 1984. Factors affecting the chlorophyll a assay of phytoplakton samples during
transport and analysis. Ann. Bot. Fennici 21: 17–20.
Jarlman, A., Bengtsson, R., Lindström, E-A. and Eloranta, P. (Nordic Phytoplankton and Periphyton
Group, NPPG) 1996. Periphyton, Nordic standard for assessment of environmental quality in running
water. B: Screening method.
2.6.5
Образование слизи на экспериментальной сети
Сирпа Херве, Центр окружающей среды Центральной Финляндии, Пертти Хейнонен, Институт окружающей среды Финляндии
2.6.5.1
Общие сведения
Появление слизи на рыболовных сетях и других вертикально устанавливаемых снастях для лова рыбы является следствием эвтрофикации водоемов. Особенно на начальной стадии изменения трофического статуса водоема появление слизи на сетях, мостках и причалах является первым сигналом, на который обращают внимание местные жители и рыболовы. С помощью описанных выше методов работы с перифитоном можно определить и интенсивность появления слизи в прибрежной зоне.

41
Ympäristöopas
Однако для описания появления слизи на сетях метод исследования перифитона не подходит, так как причиной ослизнения чаще всего являются особые виды водорослей, которые из-за цепочного строения запутываются в волокнах сети. Лучшим способом изучения слизи на сетях является имитация или моделирование рыболовного процесса. Закрепленную на стандартном каркасе опытную (экспериментальную) сеть с заданным размером ячеи опускают на желаемую глубину; измеряется появление слизи через определенное время на основании результатов, полученных при анализе взвешенных веществ и содержания хлорофилла «а».
2.6.5.2
Оборудование
Для изучения процесса появления слизи на опытной сети необходим жесткий каркас, на который туго натягивается сеть. Каркас размером 0,5 x 0,5 м изготавливается из нержавеющей металлической проволоки. На практике хорошо зарекомендовала себя модель каркаса с приваренными, выступающими наружу шипами (длиной 10–15 мм, по 2 шт. на каждой стороне, плюс по одному в углах), к которым прикрепляется опытная сеть (рис. 1). На каркасе есть прочные кольца для прикрепления якоря и поплавков.
Размер ячеи опытной сети может соответствовать размеру ячеи сети, используемой при рыбной ловле в данном водоеме. Одновременно для получения контрольной пробы необходимо инкубировать и контрольную (из крученого нейлона) сеть с ячеей 12 мм.
2.6.5.3
Инкубация
До инкубации сеть тщательно промывается дистилированной водой, высушивается при + 60°C в течение
2 часов и взвешивается после охлаждения в эксикаторе на аналитических весах с точностью до 1 мг.
Опытные сети маркируют, например, пленкой с выпуклыми буквами, которая выдерживает температуру обработки. Пленки прикрепляют таким образом, чтобы их можно открепить во время взвешивания.
Время, место и глубина инкубации опытной сети могут быть такими же, которые обычно используются при рыбной ловле. Сеть на каркасе помещают с помощью грузил и поплавков на желаемую глубину.
Всегда следует устанавливать и контрольную сеть (ячея 12 мм). Она устанавливается на глубине 1 м
(от верхнего края каркаса). Эта глубина всегда применяется, если нет каких-либо особых требований.
Результаты, полученные на этой глубине, могут быть использованы при проведении сравнения с другими водоемами. Общая глубина водоема должна быть не менее 6 м. При исследовании на мелких озерах этот метод неприменим, так как волны поднимают со дна взвеси, которые мешают измерениям.
При сравнении результатов, полученных на разных водоемах, необходимо уделять особое внимание расположению опытных сетей и мест наблюдения. Необходимо стремиться к получению сходных условий установки сетей. Важными факторами при этом являются площадь и форма акваторий, а также открытость водоема воздействию ветра и возможные течения в нем. Следует помнить, что изменения погоды (волны, течения, увеличение количества взвешенных веществ и т. д.) приводят к разбросу результатов. Каркасы с прикрепленной сетью устанавливают так, чтобы один поплавок, плотно присоединенный к каркасу, удерживал бы его на заданной глубине, а второй отмечал бы местонахождения прибора. В этом случае воздействие волн будет минимальным, а результаты сопоставимы.

42
Ympäristöopas
Время инкубации контрольной сети должно составлять одни сутки (± 2 ч). Если в программе есть моделирование процесса рыбной ловли, то часть сетей можно выдержать под водой и дольше. Результаты, полученные за одни сутки, используют при сравнении результатов разных мест наблюдения. После инкубации сети поднимают и осторожно снимают с каркаса.
В полевой журнал заносятся все замечания (особые погодные условия, прикрепившаяся к сети рыба и т. д.) Такие сведения в дальнейшем облегчают трактовку результатов. Сети, не высушивая, транспортируют в пластмассовых контейнерах с крышками в лабораторию, где незамедлительно приступают к их обработке (замораживать нельзя).
На последнем этапе полевых работ на глубине инкубации измеряют температуру и глубину прозрачности воды, отбирают пробы для определения мутности, цветности, содержания фосфора, хлорофилла «а».
2.6.5.4
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   12

перейти в каталог файлов
связь с админом