Главная страница

Биологические методы исследования водоемов в Фи... Редакция Марья Руоппа и Пертти ХейноненSuome


Скачать 1.09 Mb.
НазваниеРедакция Марья Руоппа и Пертти ХейноненSuome
АнкорБиологические методы исследования водоемов в Фи.
Дата17.05.2018
Размер1.09 Mb.
Формат файлаpdf
Имя файлаBiologicheskie_metody_issledovania_vodoemov_v_Fi.pdf
оригинальный pdf просмотр
ТипДокументы
#40432
страница7 из 12
Каталог
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   12
Описание биотопа или параметры окружающей среды
Важную роль в получении точных результатов играет регистрация условий окружающей среды.
Если сообщества зообентоса двух участков отбора проб окажутся различными, без сведений о состоянии окружающей среды трудно определить, что является причиной – загрязненность водоема или различия условий обитания? Большую часть этих параметров можно выразить в числах, поэтому возможна и статистическая обработка материала. Все указанные сведения необходимо заносить при работе в поле в специально подготовленные бланки.
2.8.4
Лабораторные анализы
В лаборатории из проб выбирают макроскопические донные организмы. Каждую параллельную пробу обрабатывают отдельно. На этапе создания выборки организмов рекомендуется разделить их на более мелкие партии, это особенно касается образцов, взятых из проточных водоемов.
Малочисленные виды необходимо собрать из всей пробы.
Затем выборка обрабатывается под микроскопом, определяется видовой состав пробы, за исключением некоторых групп, которые в зависимости от задач исследования рассматриваются в общем или неточном приближении. В озерных исследованиях личинки комаров и

50
Ympäristöopas
малощетинковые черви определяются по видам, так как в озерах фауна практически целиком состоит из этих групп и их индикативные свойства хорошо известны. Если определение видового состава выполнено небрежно, то адекватные выводы сделать практически невозможно.
Правильное определение видового состава позволит выполнить анализ различных индексов и разнообразных переменных, которые будут характеризовать особенности экосистемы.
Чаще всего материал характеризуется по следующим позициям:
общая плотность экземпляров;
• общая биомасса;
• число таксонов;
• биоразнообразие / диверситет (Shannon´s diversity, Shannon, 1948);
• Chironomidae BQI (Wiederholm, 1980);
• CI (Paasivirta, 1989 a, за исключением T.lugens-t);
• плотность популяции Oligochaeta;
• Oligochaeta-BQI (Wiederholm, 1980);
• соотношение видов Oligochaeta / Chironomidae (за исключением Tanypodinae);
• плотность экземпляров реликтовых ракообразных;
• плотность личинок Chironomus.
Абсолютная плотность экземпляров варьирует и по времени, и по месту отбора проб. Ее считают достаточно грубым показателем изменений, произошедших в зообентосе. При возрастании уровня трофности плотность популяции обычно растет до определенной границы. С увеличением глубины водоема плотность популяции, как правило, снижается.
Признано, что уровень трофности водоема влияет на биомассу донной фауны, которая увеличивается так же, как и плотность популяции при эвтрофикации водоема. Необходимость определения биомассы зависит от цели исследования. В исследованиях озер следует определять общую биомассу, а еще лучше биомассу по группам. Измерение биомассы выполняют в соответствии с указаниями, данными в стандартах.
Учеными разработано несколько индексов биоразнообразия, отражающих многообразие видов зообентоса. Отправной точкой стала идея о том, что сообщество сбалансировано в большей степени, если оно более многообразно. Например, доказано, что сточные воды вызывают снижение биоразнообразия и уменьшение численности видов. С другой стороны, известно, что биоразнообразие может быть низким и в достаточно сбалансированных экосистемах, поскольку их некоторые виды успешно приспособились к однородной среде. Вместо показателей диверситета / биоразнообразия характеристикой многообразия теперь принято считать простой список видов, представляющий всю необходимую информацию. Многие абиотические и биотические факторы оказывают влияние на количество видов и таксонов.
На основании результатов мониторинга можно сделать вывод о том, что биоразнообразие и количество таксонов не зависят от трофического уровня озера.

51
Ympäristöopas
Литература
Koskenniemi, E. 2000. Use and applicability of zoobenthic communities in lake monitoring. In: Heinonen, P.,
Ziglio, G. and Van der Beken, A. (eds.) Hydrological and Limnological Aspects of Lake Monitoring.
105–117.
Nurmi, P. and Rissanen, J. 1999. Macrozoobenthos community structure and it´s relation to environmental
variables in some Finnish lakes. Poster in Nordic Benthological Meeting 9–12. September 1999, Jyväskylä.
Skriver, J. toim. 2001. Biological monitoring in Nordic rivers and lakes. TemaNord 2001: 513. 109 pp.
Wiederholm, T. 1980. Use of benthos in lake monitoring. J. Water Pollut. Control. Fed. 52: 537–547.
Стандарты
EN ISO 28265: 1994; Water quality – Design and use of quantitative samplers for benthic macroinvertebrates
on stony substrata in shallow waters (ISO 8265:1988).
EN ISO 9391: 1995; Water quality – Sampling in deep waters for macro-invertebrates – Guidance on the
use of colonization, qualitative and quantitative samplers (ISO 9391:1993).
EN ISO 27828: 1994; Water quality – Methods of biological sampling - Guidance on handnet sampling of
aquatic benthic macro-invertebrateas (ISO 7828:1985).
EN ISO 5667-3: 1996; Water quality – Sampling. Part 3: Guidance on the preservation and handling of
samples (ISO 5667-3:1994).
EN ISO 8689-1: 2000; Water quality – Biological classification of rivers. Part 1: Guidance on the interpretation of
biological quality data from surveys of benthic macroinvertebrates (ISO 8689-1:2000).
EN ISO 8689-2: 2000; Water quality – Biological classification of rivers: Part 2: Guidance on the presentation
of biological quality data from surveys of the benthic macroinvertebrates (ISO 8689-2: 2000).
EN ISO 16665: 2005; Water quality – Guidelines for quantitative sampling and sample processing of marine
soft-bottom macro fauna
EN 14614: 2005; Water quality – Guidance standard for assessing the hydromorphological features of
rivers.
EN 15196:2006; Water quality – Guidance on the sampling and processing of pupal exuviae of Chironomidae
(Order Diptera) for ecological assessment.

52
Ympäristöopas
Биологические тесты
3.1
Общие сведения
Наряду с исследованиями, выполняемыми в полевых условиях, в дополнение к сведениям, полученным в результате отбора проб в биологических исследованиях состояния водоемов, можно применять некторые опыты и тесты. Их выполняют как в полевых условиях, так и в лаборатории.
Ниже приведено несколько примеров гидробиологических тестов.
3.2
Опыт инкубирования фитопланктона
Олли-Пекка Пиэтиляйнен, Институт окружающей среды Финляндии
(olli-pekka.pietilainen@ymparisto.fi)
3.2.1
Общие сведения
Тесты с использованием водорослей имеют большое значение при оценке первичной продукции и продукции фитопланктона для оценки влияния сточных вод и при составлении прогноза эвтрофирования водоемов
Значение питательных веществ, влияющих на первичную продукцию фитопланктона, можно изучать различными способами. Рост биомассы водорослей и ее изменения изучаются с помощью опытов, во время которых выполняют добавку питательных веществ непосредственно в изучаемом водоеме (in situ). С другой стороны, можно выполнять опыты и тесты с водорослями в лабораторных условиях, используя воду из водоема – объекта исследования. Инкубирование в стандартных условиях позволяет сохранять некоторые факторы, влияющие на первичную продукцию фитопланктона. Одновременно можно изменять и изучать параметры какого- либо одного выделенного фактора. Обычно довольно трудно оценить, насколько будут соответствовать результаты, полученные в лабораторных и естественных условиях. Поэтому до сих пор наиболее популярными являются опыты инкубирования in situ, поставленные на
3

53
Ympäristöopas
участке исследования. Лабораторные способы инкубирования чистых популяций водорослей получили широкое распространение в мире.
3.2.2
Опыт инкубирования в лабораторных условиях
Для проведения тестов, отражающих потенциал роста водорослей, используются выращенные в лабораторных условиях чистые популяции водорослей, в частности, зеленой водоросли Se- lenastrum capricornutum и некоторые виды Chlorella. Пробы воды отбирают на исследуемом участке и транспортируют в лабораторию, где их фильтруют и стерилизуют. В самой простой форме в образец воды выпускается популяция водорослевая в чистом виде или с добавлением известных питательных веществ. Затем колбы / резервуары с пробами инкубируются при постоянной температуре и освещении. Рост водорослей в ходе опыта несколько раз измеряется подсчетом количества клеток. Продолжительность теста составляет чаще всего две недели.
Результат выражается в единицах биомассы.
Образовавшаяся биомасса зависит от количества и сложных взаимосвязей питательных веществ водоема (например, в случае разной степени разбавления сточных вод). Тест AGP считается простым и эффективным способом определения доступного для биологических процессов количества питательных веществ. Тест позволяет оценить развитие процесса эвтрофикации водоема. Его можно применять для изучения лимитирующих биологические процессы питательных веществ.
3.2.3
Опыт с добавкой питательного раствора
Целью проведения опыта, в ходе которого происходит добавка питательных веществ, является определение влияния увеличения содержания азота и фосфора на количество биомассы фитопланктона (измеряется по изменению содержания хлорофилла «а»). Вторая задача опыта
– изучение влияния различных фракций азота и фосфора, так как во время проведения опыта их концентрации изменяются в опытных резервуарах. С помощью этого опыта, а также, исследуя соотношения концентраций питательных веществ, можно оценить, какое вещество
– азот или фосфор – является лимитирующим в каком-либо внутреннем водоеме. Изменяя время инкубирования, изучается влияние добавок азота и фосфора на процесс продукции фитопланктона в лабораторных условиях или на местности in situ («опыты в садке»)
Для проведения лабораторных опытов пробы воды, содержащие фитопланктон, берутся четыре раза в течение вегетативного периода. В массе, осевшей на сетке, определяется содержание хлорофилла «а». На опытном участке каждый раз измеряют температуру воды на разных горизонтах, определяют общую глубину и прозрачность. Пробы воды перевозят в лабораторию в защищенных от света канистрах. В лаборатории они хранятся в темном и прохладном месте не более суток до начала опыта.
Для проведения инкубирования в лаборатории вода разливается в колбы. Обычно опыт проводится в прозрачных 8-литровых бутылках из поликарбоната (6 литров пробы воды / 1

54
Ympäristöopas
таймера имитируется естественный режим смены освещения. Обогащенная питательными веществами вода изготавливается из отфильтрованной через сеть воды изучаемого водоема или деионизированной воды. В качестве питательных добавок обычно используются аммонийный азот и фосфат фосфора. Количество питательных добавок определяется в каждом случае отдельно, с учетом содержания питательных веществ в исследуемом водоеме, а также принимая во внимание продолжительность опыта. План проведения опыта обычно включает в себя два–три варианта питательных добавок и опыты с необработанными контрольными бутылками.
Период проведения опыта дожен быть достаточно продолжительным для того, чтобы водоросли уверенно пошли в рост, например, шесть суток. Воду в инкубаторе перемешивают стеклянными палочками два раза в сутки. Определения концентраций питательных веществ выполняют в самом начале периода роста, а также через три и шесть дней после начала опыта. Необходимо определить содержание хлорофилла «а», а также различные формы основных питательных веществ (азот и фосфор). Из инкубатора отбирают и консервируют / фиксируют пробы фитопланктона, которые анализируют методом Утермоля. Метод позволяет определить количественные (биомасса таксонов и общая биомасса фитопланктона) и качественные (взаимосвязи таксонов) изменения.
Анализ фитопланктона рекомендуется проводить несколько раз в течение вегетативного периода для того, чтобы результаты отражали все особенности опыта (сравните с разделом 4.2.2).
Литература
Nordforsk, 1973. Algal assays in water pollution research. Proceedings from a Nordic symposium, Oslo
25–26 October 1972. Publication 1973:2: 128.
Pietiläinen, O-P. and Niinioja, R. 2000. Nitrogen and phosphorous as algal growth limiting factors in a
boreal lake. Verh. Internat. Verein. Limnol. 27: 2944–2947.
Priha, M. and Langi, A. 2000. The impact of nutrient loading of pulp and paper mill effluents on eutrophication
of receiving waters. In: Ruoppa, M. et al. 4th International conference on environmental impacts of the
pulp and paper industry. The Finnish Environment 417: 165–171.
3.3
Определение биологически пригодного фосфора
– тест с использоваением водорослей
Петри Экхольм, Институт окружающей среды Финляндии (petri.ekholm@ymparisto.fi)
3.3.1
Общие сведения
Фосфор поступает в водоем из различных источников. Некоторая часть фосфора является биологически пригодной и потребляется различными водорослями и другими первичными продуцентами. В этом случае говорят, что фосфор имеет «эвтрофное влияние» на водоем.
Указанная биологически пригодная часть изменяется в весьма широких пределах. Пригодность фосфора обычно определяется с помощью теста с использованием водорослей. Во время этого теста водоросли и исследуемая проба помещаются в одну суспензию (так называемый тест
Бача).

55
Ympäristöopas
Метод очень напоминает тест с использованием водорослей на токсичность, периодически его применяют и в Финляндии (Krogerus, Ekholm, 1998). Значительная часть тестов для определения биологически пригодной части фосфора является так называемыми «dual culture assays – тестами с двойной культурой», которые и описаны в этой главе.
Данный метод потребление фосфора водорослями определяет с помощью двойного инкубатора (рис. 1). С одной стороны инкубатора (отсек для пробы) располагается исследуемая проба, а с другой (отсек для водорослей) – суспензия водорослей с определенным дефицитом фосфора. Метод разработан в Соединенных Штатах Америки и переработан для условий
Финляндии. Несмотря на то, что первоначально метод был создан для определения потребления связанного со взвешенным веществом фосфора, он подходит и для работы с растворенным в воде фосфором. С помощью этого метода было изучено потребление фосфора, поступающего в водоем со сбросами сточных вод сельскохозяйственных предприятий, жилищно-коммунального хозяйства, лесной и деревообрабатывающей промышленности. Были исследованы воздействия рассеянной нагрузки, а также и влияние сбросов сточных вод различных предприятий и рыбоводческих хозяйств.
3.3.2
Принцип теста
Растворенный фосфор из отсека для пробы переходит через фильтр в отсек, где помещены водоросли. Так как водоросли испытывают недостаток фосфора, то они начинают быстро потреблять его в процессе роста, возникает градиент концентрации фосфора. Условия теста с использованием водорослей являются практически оптимальными, но фосфор они получают
Рис 1. Двойной инкубатор для водорослей

56
Ympäristöopas
только из исследуемой пробы. Количество и скорость потребления фосфора водорослями оцениваются по изменениям концентрации фосфора в тестируемых водорослях в течение всего опыта. Кроме того, определяют изменения концентрации фосфора в пробе воды.
3.3.3
Оборудование для проведения теста
Инкубаторы для водорослей производит Laborexin Oy. Инкубатор объемом примерно 600 мл состоит из двух, противоположных друг другу частей, установленных на фланцевых соединениях (рис.
2). Между частями находится фильтр (фильтр из поликарбоната Nuclepo-re, размер ячейки 0,4 µm, диаметр 90 мм). Во избежание протекания между фильтром и фланцем установлено тонкое силиконовое кольцо. Части соединяются фланцами из поликарбоната, укрепленными нейлоновыми винтами. Между фланцами и инкубатором находится толстое силиконовое кольцо. Оба отсека затыкаются резиновыми пробками. В пробке водорослевого отсека есть вентиляционная трубка и трубка для отвода воздуха. В вентиляционную трубку под напряжением через стерильный фильтр и силиконовую трубку подается воздух. Весь используемый при изготовлении инкубатора силикон является нетоксичным.
3.3.4
Проведение теста
Водорослевую суспензию с дефицитом фосфора готовят на основе 5% -ного питательного раствора Z8 (Kotai, 1972), pH которого должен быть от 7 до 8. В питательном растворе фосфора содержится всего 20 µg/л. Суспензия инкубируется в течение 9 суток при температуре + 20 ± 1 °C и освещенности в 4200 ± 200 lux (флуорисцентные лампы «холодного» цвета). Для инкубирования используются 5-литровые бутылки. Питательный раствор изготавливается так, как описано в стандарте SFS 5072. При приготовлении бесфосфорного или содержащего только 20 µg /л питательного раствора нужное количество раствора K2HPO4 заменяется раствором KCl.
Если пробы воды не содержат избытка фосфора, их можно тестировать без обработки, однако образцы взвеси перед проведением теста необходимо смешать с бесфосфорным питательным раствором. Содержание фосфора в образце следовало бы довести до 250 µg /л.
В начале теста водорослевую суспензию с дефицитом фосфора разбавляют в соотношении 1:1 с бесфосфорным питательным раствором. Таким образом, закрепляются условия ограниченного содержания фосфора. Полученную суспензию (275 мл) заливают в водорослевый отсек инкубатора, и, соответственно, в отсек пробы – 275 мл образца. Отсек пробы закрывают алюминиевой фольгой для предотвращения роста водорослей, которые могут содержаться в пробе. Инкубатор выдерживается на специальном вибростоле не менее двух недель при температуре + 20 ± 1 °C и освещении в 4200 ±
200 lux. Непосредственно перед началом теста определяется содержание фосфора и в водорослевой суспензии, и в пробе воды. В течение всего опыта водорослевую суспензию заменяют новой еженедельно, и в старой суспензии определяют содержание фосфора. Как минимум один раз в ходе эксперимента делается контрольный опыт, когда в половину пробы заливается не образец, а раствор ортофосфата. Содержание годного фосфора выявляется, если известно изначальное содержание фосфора в пробе и количество усвоенного водрослями фосфора.

57
Ympäristöopas
1   2   3   4   5   6   7   8   9   ...   12

перейти в каталог файлов
связь с админом